描述：刚开始学习培养细胞，以下是我做的一个简单的总结，请各位大神帮我指点一二，谢谢啦

正文：
细胞培养前期准备
1、培养基、血清、胰酶、PBS、培养瓶、滴管、离心管 ；
2、100ml玻璃瓶10个（用于分装血清，配成10%培养液）；25-50ml玻璃瓶2个（装胰酶）；500ml玻璃瓶2个（分装PBS）；
3、所有玻璃器皿洗净烘干泡酸再洗净烘干消毒；塑料或橡胶塞则洗净烘干蒸馏水煮30min 烘干消毒；
4、酒精灯、镊子、剪刀、广口玻璃瓶、消毒用酒精、棉球、吸耳球、酒精喷壶、橡胶手套
细胞培养基本技术
1、建立细胞冻存库，细胞冻存库应该分主细胞库和工作细胞库，当需要做实验时从主细胞库中复苏细胞建立工作细胞库。每一个冻存标本都应明确记录细胞的性质、代数及有无污染。
2、进行详细的实验记录，包括细胞系的种类及来源、有无污染、细胞代数和倍增时间、以及选择性突变。经过连续传代培养的细胞与它较早代数的冻存细胞相比，随着培养时间的延长，细胞在适应环境的过程中，其生物特性已发生了改变。培养的细胞由若干生长速度及活力各异的亚群组成。随着培养时间的延长生长速，度快及活力高的细胞亚群逐渐占优势这种选择性，趋势会影响整个细胞群的生物特性。应用不同代数的细胞连续进行实验则结果会发生偏差。建立细胞冻存库就能避免这种影响通过复苏相同代数的细胞，人们就能在较为均一的条件下重复实验。
3、为了避免细胞被外界污染物污染以及操作过程中产生的飞沫限制在超净工作台中。超净工作台需要合理的布置和维护，工作台内减少物品，使用时采用垂直气流比水平气流安全。
4、为了避免细胞发生污染，在同一个实验室内培养不同的细胞系所使用的培养基应分开使用。

呵呵，你写的也都只是个大概流程。没什么可指点的啊~！

细胞培养泛指所有体外培养，其含义是指从动物活体体内取出组织，于模拟体内生理环境等特定的体内条件下，进行孵育培养，使之生存并生长。细胞培养工作现已广泛应用于生物学、医学、新药研发等各个领域，成为最重要的基础科学之一。
细胞培养常用培养基来维持细胞生长的所需营养，培养基一般分为固体培养基和液体培养基。液体培养基中加入一定的凝固剂（如琼脂）或固体培养物（如麸皮、大米等）便成为固体培养基。固体培养基在营养通风的表面可培养单个菌落，在细胞的分离鉴定、技术等方面起到相当重要的作用。

原代动物细胞培养需要注意：
1、实验材料要新鲜,从活体分离材料后要低温保存,并尽快进行细胞分离实验.
2、无菌操作.操作时用的培养液,可加平时细胞培养液5倍含量的青链霉素.
3、用酶法分离细胞时,注意酶液的浓度和控制消化时间.
贴块法分离细胞时,注意动作要轻柔,不要伤到细胞组织,组织块边缘尽量平整有利于细胞游离.
4、培养液的选择.不同的细胞有对培养液中营养的要求不同,根据所分离细胞的特性选择.
传代细胞培养需要注意：
1、无菌操作
2、控制消化时间
3、及时关注细胞生长状态

原代细胞培养实验原理步骤如下：
操作步骤
（一）胰酶消化法
1、器材：将孕鼠或新生小鼠拉颈椎致死，置75%酒精泡2—3秒钟（时间不能过长、以免酒精从口和肛门浸入体内）再用碘酒消毒腹部，取胎鼠带 入超净台内（或将新生小鼠在超净台内）解剖取肝脏，置平皿中。
2、用Hank’s液洗涤三次，并剔除脂肪，结缔组织，血液等杂物。
3、用手术剪将肝脏剪成小块（1mm2），再用Hank’s液洗三次，转移至小青霉素瓶中。
4、视组织块量加入5—6倍的0.25%胰酶液，37℃中消化20—40分钟，每隔5分钟振荡一次，或用吸管吹打一次，使细胞分离。
5、加入3—5ml培养液以终止胰酶消化作用（或加入胰酶抑制剂）。
6、静置5—10分钟，使未分散的组织块下沉，取悬液加入到离心管中。
7、1000rpm，离心10分钟，弃上清液。
8、加入Hank’s液5ml，冲散细胞，再离心一次，弃上清液。
9、加入培养液l—2 ml（视细胞量），血球计数板计数。
10、将细胞调整到5×105/ml左右，转移至25ml细胞培养瓶中，37℃下培养。 上述消化分离的方法是最基本的方法，在该方法的基础上，可进一步分离不同细胞。细胞分离的方法各实验室不同，所采用的消化酶也不相同（如 胶原酶，透明质酶等）。
（二）组织块直接培养法 自上方法第3步后，将组织块转移到培养瓶，贴附与瓶底面。翻转瓶底朝上，将培养液加至瓶中，培养液勿接触组织块。入37℃静置3—5小时，轻 轻翻转培养瓶，使组织浸入培养液中（勿使组织漂起），37℃继续培养。

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楼主我也不知道啊

不是很懂~~~~细胞培养感觉非常深奥呢